Phản ứng miễn dịch đối với việc cấy ghép hai mắt tuần tự các tế bào tiền thân võng mạc dị sinh vào khoang thủy tinh thể ở chuột
Dec 11, 2023
Trừu tượng:
Cấy ghép nội nhãn các tế bào tiền thân võng mạc của con người (RPC) đồng loại hứa hẹn sẽ là một phương pháp điều trị thoái hóa võng mạc gây mù. Nghiên cứu trước đây đã chỉ ra rằng các tế bào thần kinh tiền thân được dung nạp tốt dưới dạng mảnh ghép giả sau khi tiêm một lần; tuy nhiên, việc cung cấp tuần tự các tế bào đồng loại sẽ làm tăng nguy cơ mẫn cảm với vật chủ dẫn đến sự đào thải miễn dịch sau đó của các mảnh ghép. Nghiên cứu hiện tại được thiết kế để đánh giá liệu phản ứng miễn dịch có được tạo ra hay không bằng cách cấy ghép RPC dị sinh lặp đi lặp lại trong dịch kính bằng cách sử dụng mô hình động vật chuột. Chúng tôi đã tiêm tế bào tiền thân võng mạc ở chuột (gmRPC), ban đầu có nguồn gốc từ người hiến tặng có nền tảng di truyền C57BL/6, vào chuột nhận BALB/c để cung cấp dữ liệu an toàn về những gì có thể xảy ra sau khi điều trị lặp lại cho bệnh nhân bằng sản phẩm tế bào người dị sinh. . Phản ứng miễn dịch đối với gmRPC là nhẹ, bao gồm tế bào T, tế bào B, bạch cầu trung tính và tế bào tiêu diệt tự nhiên, trong đó đại thực bào chiếm ưu thế rõ ràng. Động vật được điều trị bằng gmRPC liều lặp lại không cho thấy bằng chứng về sự mẫn cảm cũng như không có sự phá hủy các mảnh ghép qua trung gian miễn dịch. Mặc dù không có phương pháp điều trị ức chế miễn dịch, các mảnh ghép gmRPC dị sinh vẫn sống sót sau khi dùng liều lặp lại, do đó hỗ trợ cho quan sát sơ bộ rằng việc tiêm lặp lại các RPC dị sinh vào khoang thủy tinh thể được dung nạp ở những bệnh nhân bị viêm võng mạc sắc tố.
cistanche thực vật tăng cường hệ thống miễn dịch
Nhấn vào đây để xem các sản phẩm Tăng cường miễn dịch Cistanche
【Hỏi thêm] Email:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692
Từ khóa: tế bào gốc; dung nạp miễn dịch; đặc quyền miễn dịch; từ chối ghép; tiêm nội hấp
1. Giới thiệu
Viêm võng mạc sắc tố (RP) bao gồm một loại thoái hóa tế bào hình que di truyền và dẫn đến suy giảm thị lực tiến triển và cuối cùng là mù lòa. Đối với đại đa số các trường hợp, không có biện pháp điều trị nào được chứng minh là có thể bảo tồn hoặc phục hồi thị lực; tuy nhiên, một chiến lược để giải quyết nhu cầu y tế chưa được đáp ứng này là ghép tế bào gốc. Nhóm nghiên cứu của chúng tôi đã khám phá việc tiêm tế bào tiền thân võng mạc người (RPC) được nuôi cấy trong dịch kính như một cách để can thiệp vào RP với mục tiêu điều trị là ổn định sự tiến triển hoặc có thể đảo ngược diễn biến của bệnh. RPG có thể được tạo ra từ võng mạc chưa trưởng thành thông qua việc hiến mô hoặc gần đây hơn là từ các dòng tế bào đa năng. Các nghiên cứu trên mô hình động vật đã chỉ ra rằng những tế bào này có khả năng cứu các tế bào cảm quang khỏi bị thoái hóa sau khi tiêm vào mắt và cũng có khả năng biệt hóa thành các tế bào cảm quang hình que trong mắt vật chủ. Có một số bằng chứng từ các nghiên cứu trên động vật cho thấy hRPC được tiêm có thể trở thành các tế bào cảm quang tích hợp, có chức năng và do đó có khả năng ổn định võng mạc bằng cách thay thế trực tiếp các tế bào sắp chết. Do đó, các hRPC được tiêm có thể điều trị RP theo cả kiểu hướng thần kinh cũng như thông qua cơ chế thay thế tế bào. Dù bằng cách nào, phương pháp tiếp cận dựa trên tế bào này đưa ra một chiến lược hợp lý để điều trị những bệnh nhân mắc bệnh RP và có thể là các bệnh võng mạc khác.
Một thuộc tính thuận lợi khác của RPC, và có lẽ cả các tế bào thần kinh tiền thân nói chung, là khả năng dung nạp tương đối dành cho các tế bào này sau khi cấy ghép dưới dạng ghép đồng loại, đặc biệt khi được chuyển đến một vị trí có đặc quyền miễn dịch như võng mạc [1,2]. Điều đó nói rằng, các đánh giá gần đây về các thử nghiệm lâm sàng được thực hiện trong lĩnh vực y học tái tạo tiếp tục báo cáo những thách thức phổ biến và đáng kể liên quan đến tình trạng viêm và đào thải miễn dịch [3,4], bao gồm cả các biện pháp can thiệp nhắm vào mắt như liệu pháp gen võng mạc [5], như cũng như một số nhưng không phải tất cả các liệu pháp tế bào [6]. Mặc dù là loại tế bào cục bộ, tế bào biểu mô sắc tố võng mạc (RPE) không được miễn các vấn đề đào thải [7–9]; do đó, việc ức chế miễn dịch của người nhận hiện là thông lệ tiêu chuẩn [10,11]. Mặt khác, RPC của con người dường như được dung nạp tốt đáng kể dưới dạng mảnh ghép đồng loài [6,12–16], mặc dù điều này không mở rộng đến việc sử dụng chúng như mảnh ghép xenograft, nơi cần phải ức chế miễn dịch [17]. Cơ sở cho sự tồn tại bền vững của các RPC dị sinh trong mắt có thể liên quan đến một số yếu tố liên quan đến các tế bào được sử dụng và vị trí nhận [1,8,18,19]. Trong nghiên cứu trước đây sử dụng phương pháp đo tế bào theo dòng chảy, chúng tôi đã chỉ ra rằng các tế bào thần kinh tiền thân của con người, cả có nguồn gốc từ não và võng mạc, biểu hiện loại I, nhưng không phải loại II, các kháng nguyên tương hợp mô học chính (MHC) [20,21]. Cơ chế thải ghép cổ điển liên quan đến sự nhận biết không đặc hiệu của các phân tử MHC lớp II ngoại lai bởi các tế bào lympho chủ CD{23}} [20–25]. Theo cách đó, sự vắng mặt của các phân tử loại II có thể cho phép các tế bào tiền thân được ghép tránh được sự đào thải miễn dịch qua trung gian cơ chế này. Tuy nhiên, trạng thái "đặc quyền miễn dịch" rõ ràng của hRPC được tiêm trong dịch kính không nhất thiết phải tuyệt đối. Trong khi các tế bào tiền thân của hệ thần kinh trung ương (CNS) ở chuột không biểu hiện các phân tử MHC loại I hoặc loại II có thể phát hiện được ở mức cơ bản và thể hiện đặc quyền miễn dịch rõ ràng như các mảnh ghép [1,2,20], thì các tế bào này có thể bị đào thải miễn dịch trong một số trường hợp nhất định. Các nghiên cứu đã chỉ ra rằng các kháng nguyên MHC có thể được tạo ra thông qua việc kích thích các tế bào tiền thân của hệ thần kinh trung ương bằng interferon-gamma (IFN) [1,26]. Các tế bào tiền thân của CNS có thể bị loại bỏ sau khi vật chủ được ghép trước đó bị nhạy cảm. Do đó, các tế bào tiền thân của CNS (bao gồm cả RPC) biểu hiện các kháng nguyên đồng loại được hệ thống miễn dịch của vật chủ phát hiện. Cùng với nhau, điều này ngụ ý rằng trạng thái đặc quyền miễn dịch của các tế bào tiền thân được ghép là tạm thời và chịu sự điều biến, ví dụ, bởi các cytokine có trong môi trường vi mô cục bộ và có thể thay đổi trong quá trình thoái hóa như RP. Vì tất cả những lý do này, phản ứng miễn dịch đối với nhiều lần tiêm RPC vào trong dịch kính rất khó dự đoán và phải được kiểm tra cụ thể.
cistanche tubulosa-cải thiện hệ thống miễn dịch
Nếu phương pháp điều trị RPC chứng tỏ thành công về mặt lâm sàng ở RP, thì sẽ có động lực mạnh mẽ cho việc điều trị cả hai mắt trong căn bệnh mù hai mắt này. Vì lý do an toàn ít nhất, các phương pháp điều trị bằng hai mắt thường sẽ được thực hiện tuần tự, với thời gian trễ đáng kể giữa hai lần tiêm. Đáng lưu ý, việc cung cấp tuần tự các tế bào đồng loại này có thể dẫn đến sự nhạy cảm của vật chủ khi phản ứng với lần tiêm đầu tiên, có khả năng gây ra sự đào thải miễn dịch để đáp ứng với lần tiêm thứ hai. Điều này có thể dẫn đến mất mảnh ghép ở cả hai mắt. Các báo cáo trước đây kiểm tra liều lượng dưới da đơn lẻ với hRPC trong RP [27] hoặc liều lượng lại với các chất tạo ra thần kinh ở người ở động vật [28,29] có kết hợp ức chế miễn dịch. Do đó, nghiên cứu sau đây được thiết kế như một cuộc điều tra tịnh tiến về RPC ở chuột dưới dạng cấy ghép tuần tự ở một chủng chuột có khả năng miễn dịch có nền tảng di truyền khác nhau. Mặc dù không bao gồm các sản phẩm RPC của con người, công việc này được thực hiện như một phần của nghiên cứu hỗ trợ IND nhằm cung cấp dữ liệu động vật giải quyết vấn đề an toàn, tức là liệu việc ức chế miễn dịch có cần thiết đối với những bệnh nhân được điều trị bằng phương pháp ghép đồng loại RPC lặp đi lặp lại trong các thử nghiệm đã đăng ký với FDA hay không.
2. Kết quả
Để nghiên cứu hậu quả miễn dịch của việc tiêm RPC hai bên ở chuột dị sinh, gmRPC (nền di truyền C57BL/6) đã được tiêm trong dịch kính vào một mắt của người nhận BALB/c và liều RPC thứ hai được tiêm vào mắt còn lại 2 tuần sau đó. Khoảng thời gian 2-tuần được chọn là đủ để cho phép mảnh ghép đầu tiên tạo ra cả phản ứng miễn dịch bẩm sinh và thích ứng. Không có động vật thí nghiệm nào được điều trị bằng thuốc ức chế miễn dịch để có thể quan sát được các phản ứng miễn dịch sinh lý tự nhiên.
2.1.Quan sát lâm sàng và khám mắt không phát hiện bất thường
Trọng lượng của động vật thí nghiệm được đo tại thời điểm tiêm gmRPC. Tất cả động vật thí nghiệm đều cho thấy tăng cân giữa lần tiêm đầu tiên và lần thứ hai, phù hợp với sức khỏe tổng thể tốt. Những động vật bị tiêu diệt vào ngày 14 và ngày 28 ± 1 sau lần tiêm gmRPC thứ hai được kiểm tra qua kính hiển vi phẫu thuật. Cả phần trước và phần sau của phần lớn mắt được kiểm tra đều được đánh giá là "trong giới hạn bình thường" (WNL). Không có dấu hiệu viêm hoặc các bất thường rõ ràng khác trong các nhóm không được điều trị, điều trị giả và điều trị bằng gmRPC, cho thấy rằng tiêm nội hấp gmRPC không gây ra phản ứng viêm bất hợp pháp hoặc tổn thương mô vật lý có thể được phát hiện thông qua phương pháp này. Các cụm tế bào bao gồm mảnh ghép có thể nhìn thấy được trong thủy tinh thể ở cả ngày 14 và ngày 28 ± 1 sau lần tiêm gmRPC thứ hai (Hình 1). Việc tiêm gmRPC nhiều lần không gây ra những thay đổi đáng chú ý về kích thước của các cụm tế bào, phù hợp với khả năng duy trì sự sống sót của tế bào hiến tặng. Bệnh lý tổng thể cũng được đánh giá ở điểm cuối và không ghi nhận nhãn cầu to ra (biểu thị sự hình thành khối u) hoặc các bất thường khác.
Hình 1. Các gmRPC được cấy ghép được hiển thị in vivo thông qua chụp ảnh đáy mắt qua kính hiển vi phẫu thuật (tất cả=mắt trái, HĐH). (A, B), động vật được xử lý giả (giả/giả, S/S); (C, D), động vật đối chứng có mắt phải được điều trị giả, sau đó là mắt trái được điều trị bằng gmRPC (sham/cell, S/C) và động vật có cả hai mắt được điều trị tuần tự bằng gmRPC (tế bào/tế bào, C/C) là quan sát và chụp ảnh qua kính hiển vi phẫu thuật. Bảng phía trên (A, C, E) hiển thị hình ảnh của HĐH được chụp vào ngày thứ 14 sau lần tiêm thứ hai; bảng phía dưới (B, D, F) hiển thị hình ảnh của HĐH được chụp vào ngày thứ 28 sau lần tiêm thứ hai. Các mảnh ghép đồng loại được nhìn thấy dưới dạng các khối tế bào màu nhạt (mũi tên) có thể nhìn thấy trong thủy tinh thể của mắt trái được tiêm tế bào (S/C, C/C) ở cả hai thời điểm (Ngày 14: (C, D); và Ngày 28: ( Đ, F)). Ngoài các mảnh ghép, không có tình trạng viêm rõ ràng hoặc bất thường bổ sung nào được thấy ở các phần trước và sau, khi được nhìn theo trục theo cách này.
2.2. Ghi nhãn miễn dịch huỳnh quang cho thấy các tế bào miễn dịch trong thủy tinh thể
Ghi nhãn miễn dịch huỳnh quang cho năm loại tế bào miễn dịch chính (đại thực bào, bạch cầu trung tính, tế bào giết người tự nhiên, tế bào T và tế bào B) đã được thực hiện trên phương pháp lạnh ở mắt và cho thấy sự xâm nhập tế bào miễn dịch dương tính vào mắt sau khi tiêm gmRPC (Hình 2A tựa F). Tế bào T (CD3), tế bào B (CD45R), bạch cầu trung tính (Ly-6G) và tế bào giết người tự nhiên (CD49b) biểu hiện sự hiện diện hạn chế ở mắt được tiêm gmRPC, trong khi các đại thực bào được kích hoạt (Iba-1 ) là các tế bào miễn dịch chính phản ứng với các mảnh ghép trong dịch kính. Mô so sánh từ động vật không được điều trị và động vật được điều trị giả không cho thấy các tế bào miễn dịch trong các phương pháp lạnh ở mắt, cho thấy rằng sự xâm nhập của tế bào miễn dịch được thấy là một phản ứng đối với mảnh ghép gmRPC. Phù hợp với quan sát này, các tế bào miễn dịch nằm ở khu vực xung quanh các mảnh ghép gmRPC hoặc trong chính các cụm gmRPC.
Hình 2. Đánh dấu miễn dịch các tế bào miễn dịch đã xâm nhập theo nhóm điều trị. Hình ảnh miễn dịch huỳnh quang của (A) phần kiểm soát (riêng kháng thể thứ cấp), (B) anti-Iba-1 (đại thực bào và microglia được kích hoạt), (C) anti-Ly-6G (dấu hiệu bạch cầu trung tính), (D) kháng CD49b (chỉ dấu tế bào tiêu diệt tự nhiên), (E) kháng thể kháng CD3 (chỉ dấu tế bào T) và (F) chống CD45R (chỉ dấu tế bào B) được hiển thị trong hình. Các tín hiệu màu đỏ hạn chế xuất hiện biểu thị việc ghi nhãn kháng thể dương tính đối với các dấu hiệu bạch cầu, tín hiệu màu xanh lá cây biểu thị các mảnh ghép gmRPC và tín hiệu màu xanh biểu thị nhãn hạt nhân DAPI. Màu vàng là sự chồng chéo không đặc hiệu của các tín hiệu, rõ ràng nhất ở các phân đoạn bên ngoài của tế bào cảm quang biểu hiện khả năng tự phát huỳnh quang. Nhóm điều trị: không điều trị (UT), cả hai mắt đều không điều trị; S/S, điều trị giả cả hai mắt (tuần tự) bằng phương tiện; S/C, mắt phải được tiêm phương tiện, sau đó là mắt trái có 50,000 gmRPC và; C/C, cả hai mắt được tiêm 50,000 gmRPC (tuần tự) mỗi lịch trong Phần 4
Số lượng cực đại của mỗi tế bào miễn dịch trong mắt thay đổi tùy theo loại tế bào (Hình 3A–E). Ngược lại, ANOVA hai chiều cho thấy không có sự khác biệt về khả năng xâm nhập tế bào miễn dịch khi so sánh động vật được tiêm gmRPC đơn lẻ (giả/tế bào) với động vật được tiêm hai mũi (tế bào/tế bào). Đây là trường hợp xâm nhập của đại thực bào (nhuộm kháng Iba-1) (Hình 3A), bạch cầu trung tính (nhuộm kháng Ly-6G) (Hình 3B), tế bào diệt tự nhiên (nhuộm CD49b) ( Hình 3C), tế bào T (nhuộm CD3) (Hình 3D) và tế bào B (nhuộm CD45R) (Hình 3E).
2.3. ELISPOT không hiển thị phản hồi thu hồi kháng nguyên
ELISPOT là một cách để xét nghiệm hoạt hóa tế bào T tạo ra IFN đặc hiệu của kháng nguyên. Phương pháp điều trị bằng Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) là một biện pháp kiểm soát tích cực bắt chước chất truyền tin thứ hai, DAG, để kích hoạt con đường thụ thể tế bào T và từ đó gây ra sự kích hoạt tế bào T. Trong Hình 4A–D, các nhóm được điều trị bằng PMA cho thấy số lượng điểm IFN cao hơn nhiều so với nhóm đối chứng chỉ có tế bào phản ứng (tức là tế bào lympho từ CLN, tế bào lách từ lá lách). Khi các tế bào phản ứng được nuôi cấy cùng với tế bào lách C57BL/6 (B6 SPL), các mẫu của ngày thứ 14 có thể so sánh với các nhóm riêng lẻ tế bào phản ứng, với số lượng điểm IFN cao hơn một chút, cho thấy thiếu sự kích hoạt tế bào T (Hình 4A, B).
Hình 3. Định lượng thâm nhiễm tế bào miễn dịch sau ghép gmRPC. Các tế bào miễn dịch đã xâm nhập được hiển thị dưới dạng tín hiệu huỳnh quang màu đỏ trong trường hình ảnh sau khi tiêm gmRPC cho từng điều kiện thí nghiệm, được tính bằng ImageJ và được vẽ dưới dạng biểu đồ thanh. Dữ liệu từ Iba-1 (chất đánh dấu đại thực bào và vi tế bào thần kinh đệm đã hoạt hóa) (A), chất chống Ly-6G (chất đánh dấu bạch cầu trung tính) (B), chất chống CD49b (chất đánh dấu tế bào giết người tự nhiên) (C), kháng thể kháng thể CD3 (điểm đánh dấu tế bào T) (D) và kháng thể kháng CD45R (điểm đánh dấu tế bào B) (E) được hiển thị trong hình. Các thử nghiệm ANOVA hai chiều đã được sử dụng để kiểm tra tầm quan trọng giữa nhóm giả/tế bào và nhóm tế bào/tế bào; giá trị p là: (A) p < {{10}}.4492, (B) p < 0.9376, (C) p < 0.119{{18 }}, (D) p < 0,6411 và (E) p < 0,7201 (không có gì đáng kể).
Khi kiểm tra các tế bào hiến tặng dị sinh bằng xét nghiệm này, các tế bào phản ứng từ động vật được tiêm gmRPC (nhóm IP) trong màng bụng không có phản ứng thu hồi kháng nguyên do các mẫu không cho thấy kích hoạt tế bào T nhiều hơn theo số lượng điểm IFN so với động vật giả không bao giờ tiếp xúc tới gmRPC (sham/sham). Cả những động vật được tiêm gmRPC trong dịch kính, một lần (giả/tế bào) hoặc lặp đi lặp lại (tế bào/tế bào) đều không biểu hiện bất kỳ phản ứng thu hồi kháng nguyên nào. Trong một trường hợp, phản hồi đối với việc dùng gmRPC lặp lại có vẻ im lặng hơn (Hình 4B). Cùng với nhau, những kết quả này chỉ ra rằng gmRPC thể hiện tính kháng nguyên rất thấp. Lưu ý rằng tế bào lách C57BL/6 phù hợp với nền tảng di truyền của gmRPC. Thật bất ngờ, các tế bào kích thích thay thế, gmRPC, đã tăng số lượng điểm IFN trong tất cả các nhóm thử nghiệm so với các nhóm đối chứng âm tính (Hình 4A–D). Một lời giải thích tiềm năng có thể là gmRPC gây ra nền tảng cao trong thử nghiệm này. Điều quan trọng là không có sự khác biệt giữa nhóm tiêm gmRPC đơn lẻ không được điều trị, điều trị giả và nhóm tiêm gmRPC lặp đi lặp lại, điều này một lần nữa cho thấy không có phản ứng thu hồi kháng nguyên.
Hình 4. Định lượng ELISPOT sau khi ghép gmRPC. Các xét nghiệm ELISPOT được thiết lập thành các nhóm sau: chỉ các tế bào đối chứng, phản ứng (tế bào lympho hoặc tế bào lách chứa tế bào T phân lập từ các hạch bạch huyết cổ tử cung (CLN) hoặc lá lách (SPL) của động vật thí nghiệm; PMA, tế bào phản ứng được điều trị bằng phorbol {{1} }myristate 13-acetate (PMA) và Ca ionophore; B6 SPL, tế bào phản ứng được trộn với tế bào lách phân lập từ động vật C57BL/6; gmRPC, các tế bào phản ứng tương tự được trộn với gmRPC. (A), Các tế bào phản hồi là tế bào lách từ các động vật thí nghiệm đã bị giết vào ngày 14 sau lần tiêm gmRPC thứ hai. (B) Các tế bào phản ứng là các tế bào lympho từ CLN của động vật thí nghiệm đã bị giết vào ngày 14 sau lần tiêm gmRPC thứ hai. (C) Các tế bào phản hồi là các tế bào lách từ động vật thí nghiệm đã bị giết vào ngày 29 sau lần tiêm gmRPC thứ hai. (D) Các tế bào phản ứng là các tế bào lympho từ CLN của động vật thí nghiệm đã bị giết vào ngày 29 sau lần tiêm gmRPC thứ hai. Các thử nghiệm ANOVA hai chiều đã được sử dụng để kiểm tra tầm quan trọng (*) giữa nhóm giả/tế bào và nhóm tế bào/tế bào; các giá trị p là: (A) p < 0.5332, (B) p < 0.0001 (đáng kể), (C) p < 0,0207 ( đáng kể) và (D) p < 0,3355.
3. Thảo luận
Đã có sự quan tâm đáng kể đến công nghệ tế bào gốc như một phương tiện điều trị các bệnh thoái hóa võng mạc và nhóm của chúng tôi đã khám phá việc sử dụng hRPC dị sinh trong RP. Để thu thập dữ liệu giải quyết các hậu quả miễn dịch tiềm ẩn khi sử dụng nhiều hơn một liều sản phẩm RPC dị sinh ở người thông qua tiêm trong dịch kính, chúng tôi đã thực hiện nghiên cứu trên động vật hiện tại bằng cách sử dụng gmRPC từ nền C57BL/6 làm vật ghép và chuột BALB/c làm vật chủ. Những nền tảng di truyền khác nhau này đã được sử dụng để lập mô hình điều trị tuần tự bằng hRPC dị sinh và cung cấp dữ liệu an toàn sơ bộ trước khi thử nghiệm trên người.
Để đánh giá đầy đủ các phản ứng, động vật chủ không được điều trị bằng thuốc ức chế miễn dịch. Chúng tôi đã so sánh các phản ứng miễn dịch được tạo ra bởi một lần tiêm gmRPC duy nhất với việc dùng liều song phương tuần tự theo lịch tiêm được mô tả. Kiểm tra nhãn khoa không cho thấy tình trạng viêm hoặc bất kỳ sự khác biệt đáng chú ý nào khác giữa các nhóm động vật nhận được 1 liều gmRPC hoặc 2 liều gmRPC, cho thấy rằng hoặc những người nhận không bị mẫn cảm với các phương pháp điều trị bằng gmRPC ban đầu hoặc mức độ nhạy cảm là rất nhỏ. Kết quả dán nhãn miễn dịch cho thấy tất cả năm loại tế bào miễn dịch được kiểm tra, đó là tế bào T (CD3), tế bào B (CD45R), đại thực bào (Iba-1), bạch cầu trung tính (Ly-6G) và tế bào giết người tự nhiên ( CD49b), đã xâm nhập vào mắt và nhắm vào các mảnh ghép RPC sau ghép. Tuy nhiên, sự xâm nhập này tương đối vừa phải và mặc dù có thể phát hiện được các loại tế bào khác nhưng nó chủ yếu bao gồm các đại thực bào dương tính Iba-1. Có một số lượng rất hạn chế các tế bào T, tế bào B, bạch cầu trung tính và tế bào tiêu diệt tự nhiên. Điều thú vị là, khả năng sống sót được chứng minh bằng các mảnh ghép RPC đơn lẻ và lặp lại là tương đương nhau, không bị mất mảnh ghép trong cả hai trường hợp, mặc dù có sự hiện diện của đại thực bào. Nhìn chung, điều này cho thấy rằng cả phản ứng miễn dịch bẩm sinh và thích nghi đối với các RPC khác nhau về mặt di truyền đều ở mức vừa phải, mặc dù việc ức chế miễn dịch không được sử dụng. Hơn nữa, kết quả xét nghiệm ELISPOT cho thấy không có phản ứng thu hồi kháng nguyên ở các nhóm được điều trị bằng gmRPC, phù hợp với lập luận rằng tế bào T không đóng vai trò quan trọng trong việc đào thải các mảnh ghép gmRPC từ chuột C57BL/6. Một lần nữa, sự xâm nhập của đại thực bào của các mảnh ghép gmRPC đã được quan sát, mặc dù điều này không liên quan đến sự phá hủy đáng kể mảnh ghép thuộc loại liên quan đến đào thải miễn dịch cổ điển [22–24].
lợi ích cistanche cho nam giới - tăng cường hệ thống miễn dịch
Cùng với nhau, những quan sát này cho thấy một tình huống khác biệt rõ ràng với các cơ chế thải ghép đồng loại qua trung gian tế bào T và B được công nhận rộng rãi được thấy trong các mô khác. Nhiều yếu tố có thể góp phần vào tình trạng này. Một mặt, có quan niệm cho rằng mắt là vị trí "được ưu tiên miễn dịch", mặc dù mức độ mà thủy tinh thể chia sẻ những đặc điểm như vậy với giác mạc và võng mạc ít được nghiên cứu hơn và có lẽ còn gây tranh cãi hơn. Mặt khác, bản thân các RPC dường như biểu hiện khả năng sinh miễn dịch giảm khi được ghép cùng loài so với các loại tế bào được nghiên cứu thường xuyên hơn. Như chúng tôi đã trình bày trước đây, RPC ở chuột thiếu biểu hiện cơ bản của kháng nguyên MHC loại I và loại II, mặc dù chúng có thể được tạo ra thông qua kích thích cytokine. Sự vắng mặt biểu hiện MHC này có thể góp phần vào sự sống sót của các tế bào này sau khi cấy ghép. Tuy nhiên, sự hiện diện của các tế bào miễn dịch trong các mảnh ghép ủng hộ quan điểm cho rằng khả năng chịu đựng của mảnh ghép trong bối cảnh này không phải là thụ động và là kết quả của hiện tượng điều hòa miễn dịch chủ động. Ở đây, cần nhấn mạnh rằng loại thâm nhiễm tế bào miễn dịch tương tự đã xuất hiện sau khi tiêm một lần và không trầm trọng hơn khi dùng liều lặp lại, do đó nhấn mạnh kết luận của chúng tôi rằng sự thâm nhiễm tế bào miễn dịch của các mảnh ghép, đặc biệt là bởi đại thực bào, không phải là kết quả của việc tiêm trước đó. sự mẫn cảm của vật chủ. Trong các thông số của thí nghiệm này, việc dùng liều lặp lại dường như không làm giảm khả năng sống sót tổng thể của mảnh ghép, điều này phù hợp với khả năng duy trì hiệu quả trong bối cảnh điều trị. Các thông số thay thế, chẳng hạn như khoảng cách giữa các lần tiêm khác nhau, có thể làm tăng hoặc giảm hoạt động của tế bào miễn dịch đến mức phù hợp với ứng dụng lâm sàng. Liệu các thành phần tế bào của sự xâm nhập, bao gồm cả ưu thế của đại thực bào, cũng có áp dụng cho con người hay không vẫn chưa rõ ràng. Hơn nữa, sự sống sót của những mảnh ghép đồng loại này có thể không phụ thuộc vào võng mạc bình thường có hàng rào máu võng mạc khỏe mạnh. Người nhận BALB/c được sử dụng ở đây là người bạch tạng và dễ bị tổn thương nhẹ [30]. Hơn nữa, khả năng sống sót bền vững đã được chứng minh nhiều lần trong nghiên cứu trước đây với nhiều mô hình thoái hóa võng mạc khác nhau (ví dụ: [31]).
So với sự sống sót của mảnh ghép, khả năng tồn tại của các tế bào trong mảnh ghép thể hiện một tình huống phức tạp hơn. Đã biết có sự mất mát các tế bào tiền thân của hệ thần kinh trung ương xảy ra nhanh chóng sau khi cấy ghép, có thể do nhiều yếu tố, bao gồm cả việc ngừng đột ngột yếu tố tăng trưởng. Sau khi ổn định trong mắt, các tế bào phân tách kết hợp lại thành các tập hợp giống hình cầu, trung tâm của chúng dường như cung cấp một môi trường vi mô dưới mức tối ưu cho sự phát triển, có lẽ do thiếu mạch máu và thách thức đối với sự khuếch tán chất dinh dưỡng. Tính chất ái tính rõ ràng của các đại thực bào đối với các mảnh ghép RPC có thể là một phản ứng không đặc hiệu đối với sự hiện diện của các tế bào không thể sống sót này ở bên trong các mảnh ghép, với các đại thực bào hoạt động trong vai trò là người nhặt rác các mảnh vụn của tế bào. Ngoài ra, các RPC hoàn toàn khả thi có thể tích cực thu hút các đại thực bào, ví dụ, thông qua sự biểu hiện của các cytokine có tính hấp dẫn hóa học, trong đó các tế bào chủ sẽ lần thứ hai gặp phải các mảnh vụn từ các tế bào cho không còn khả năng sống. Điều quan trọng là mức độ xâm nhập của đại thực bào được thấy trong các môi trường cụ thể này dường như không gây ra hậu quả tiêu cực đối với mảnh ghép hoặc võng mạc của vật chủ, trái ngược với phản ứng với mảnh ghép tế bào ở các vị trí đặc quyền không miễn dịch [4]. Cuối cùng, điều đáng nói là các kết quả được báo cáo ở đây, mặc dù chỉ giới hạn ở mô hình chuột, nhưng có thể có ý nghĩa đối với công việc ở người. Ngược lại với chuột, chúng tôi biết rằng RPC của người được nuôi cấy biểu hiện mức độ mạnh mẽ của kháng nguyên MHC lớp I ở mức cơ bản; do đó, sự so sánh được thừa nhận là mang tính thăm dò. Tuy nhiên, thật thú vị khi lưu ý rằng thử nghiệm lâm sàng đối với mảnh ghép hRPC dưới võng mạc của một nhóm ở Trung Quốc [13], cũng như việc cấy ghép hRPC trong dịch kính của nhóm chúng tôi, sau đó đã cho thấy khả năng sống sót bền vững của mảnh ghép đồng loại ở những bệnh nhân không bị ức chế miễn dịch mắc RP (JC). -01, [32], dữ liệu chưa được công bố). Đây cũng là trường hợp xảy ra sau khi tiêm tuần tự vào cả hai mắt (Tiện ích mở rộng JC{10}}, dữ liệu chưa được xuất bản), tương tự như công việc được trình bày ở đây. Ngoài ra, mảnh ghép còn sống sót đã được quan sát thấy trong một nghiên cứu tiếp theo về JC-02 [33], trong đó các liều lặp lại tuần tự được tiêm cho cùng một mắt [34]. Kết hợp lại với nhau, những phát hiện này chỉ ra rằng việc ức chế miễn dịch không phải lúc nào cũng cần thiết trong quá trình cấy ghép tế bào thần kinh, đặc biệt là ở mắt, mặc dù các giới hạn của hiện tượng này và các cơ chế điều hòa cơ bản vẫn chưa được làm rõ.
4. Vật liệu và phương pháp
4.1. Nuôi cấy tế bào
Các gmRPC đặc trưng trước đây [31] đã được chọn làm tế bào tài trợ cho nghiên cứu dị sinh này. Ban đầu, gmRPC được phân lập từ chuột C57BL/6 biến đổi gen GFP được biến đổi gen để biểu hiện protein huỳnh quang màu xanh lá cây tăng cường (GFP). Sự biểu hiện của protein GFP trong gmRPC được quan tâm vì nó cho phép hiển thị các mảnh ghép sau khi tiêm mà không cần ghi nhãn bổ sung. Đối với nghiên cứu hiện tại, gmRPC được nuôi cấy trong DMEM/F12 nâng cao có bổ sung N-2 Bổ sung (1:100, Life Technology, Carlsbad, CA, USA), Glutamax-1 (1:100, Life Technology , Carlsbad, CA, USA) và EGF (20 ng/mL, tái tổ hợp, Human, Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) và ủ ở 37 ◦C và 5% CO2. Các tế bào được duy trì ở dạng huyền phù hỗn hợp/các khuẩn lạc gắn lỏng lẻo trong các bình nuôi cấy mô không tráng phủ. Các tế bào được di chuyển thông qua quá trình trypsin hóa bằng TrypLE Select CTS (Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) được pha loãng theo tỷ lệ 1:5 trong PBS trong một phút và được trung hòa gấp 10 lần thể tích trypsin được thêm vào. Hỗn hợp tế bào-trypsin được ly tâm ở tốc độ 140 g trong 2 phút ở nhiệt độ phòng, loại bỏ phần nổi phía trên và các viên tế bào được treo lại trong môi trường mới trước khi gieo hạt vào bình nuôi cấy mô ở nồng độ mong muốn. Nồng độ và khả năng sống của tế bào được xác định thông qua nhuộm xanh trypan; số lượng được thực hiện bởi Countess (Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) và máy đo huyết sắc tố.
Đối với việc tiêm trong dịch kính, viên tế bào được tái huyền phù ở mức 50K tế bào/µL trong BSS PLUS®. Nồng độ và khả năng sống của tế bào được đánh giá trước và sau khi tiêm. Liều tiêm là 50,000 tế bào mỗi mắt mỗi lần tiêm. Liều lượng và phương tiện được lựa chọn dựa trên các nghiên cứu trước đây của chúng tôi.
4.2. Động vật thí nghiệm
Mục đích của nghiên cứu hiện tại là điều tra các phản ứng miễn dịch dị sinh tiềm tàng được tạo ra thông qua việc tiêm RPC dị sinh lặp lại trong dịch kính. Các động vật nhận là chuột BALB/c, khác biệt về mặt di truyền với chuột C57BL/6 mà gmRPC được phân lập từ đó. Việc sử dụng ít nhất ba con vật cho mỗi nhóm thử nghiệm được xử lý cho mỗi thời điểm được coi là cần thiết để cho phép đánh giá ý nghĩa thống kê giữa các nhóm liên quan đến các biến số kết quả và khả năng mất đi con vật trong thời gian thử nghiệm. Hơn nữa, do có nhiều yếu tố bổ sung có khả năng ảnh hưởng đến kết quả thí nghiệm, chẳng hạn như quy trình tiêm tế bào không thành công hoặc khả năng tiêu hao do chiến đấu với động vật, quy trình tiêm được thực hiện trên năm con mỗi nhóm để đảm bảo hơn nữa đáp ứng số lượng tối thiểu cần thiết cho phân tích thống kê.
cistanche tubulosa-cải thiện hệ thống miễn dịch
Bảng 1 cho thấy bốn nhóm động vật được chuẩn bị cho mỗi thời điểm trong số bốn thời điểm (4, 7, 14 và 28 ngày) mà tại đó việc đánh giá mô bệnh học, bao gồm cả miễn dịch huỳnh quang, sẽ được thực hiện. Hai nhóm động vật bổ sung được tiêm 10ˆ6 gmRPC trong màng bụng đã được chuẩn bị làm đối chứng dương tính cho từng thời điểm trong số hai thời điểm đánh giá ELISPOT (14 và 28 ngày). Bảng 2 tóm tắt các đánh giá được lên kế hoạch cho mỗi nhóm.
Bảng 1. Các nhóm thực nghiệm.
Bảng 2. Các mốc thời gian đánh giá.
4.3. Tiêm nội nhãn
Các gmRPC được quản lý thông qua tiêm nội hấp. Sau khi được gây mê, Mydriacyl (dung dịch nhỏ mắt Tropicamide 1%) và Phenylephrine (dung dịch nhỏ mắt 2,5%) được bôi lên cả hai mắt của con vật được tiêm. Khi đã đạt được mức độ giãn đồng tử phù hợp, con vật được giữ lại bằng tay và đầu của con vật được xoay để căn chỉnh trục mắt của mắt để được tiêm quang học của kính hiển vi phẫu thuật để hình dung được phần sau của mắt (tức là thủy tinh thể và võng mạc) . Mắt được đưa ra một cách nhẹ nhàng bằng tay thông qua áp lực lên mí mắt và dùng kim 31G trên ống tiêm insulin để nhẹ nhàng xuyên qua củng mạc cạnh rìa ở góc phần tư phía dưới mũi. Một đầu micropipette thủy tinh được đánh bóng chứa tế bào của người hiến tặng (hoặc bộ điều khiển phương tiện) được đưa qua vết rạch vào khoang thủy tinh thể dưới hình ảnh trực tiếp. Cần cẩn thận để không làm gián đoạn tính toàn vẹn của thấu kính hoặc cấu trúc phân đoạn sau. Chỉ riêng tế bào hoặc phương tiện đã được tiêm với thể tích 1 microlit. Sau một vài phút tạm dừng để cân bằng áp lực nội nhãn, đầu pipet dần dần được lấy ra khỏi mắt, tất cả đều được quan sát trực tiếp. Bất kỳ chảy máu nội nhãn nào cũng được ghi nhận, cùng với vị trí. Sau khi tiêm, con vật được đặt trong lồng sạch có lót một miếng đệm mới dùng một lần được định hướng với mặt thấm hút lên trên/mặt nhựa xuống dưới để phục hồi. Quá trình phục hồi được tạo điều kiện thuận lợi bằng cách sử dụng đệm sưởi và được xác minh bằng khả năng đi lại của động vật. Sau khi thức dậy, con vật được chuyển đến chuồng sau phẫu thuật với quyền tiếp cận nước tự do. Động vật được theo dõi trực quan hàng ngày sau phẫu thuật. Quan sát thấy rất ít hoặc không có dấu hiệu liên quan đến tiêm nội nhãn.
Sau thủ thuật, các con vật được quan sát thấy có dấu hiệu dụi mắt đã phẫu thuật, lông xù hoặc hôn mê kéo dài, tất cả đều là căn cứ để gây tử vong ngay lập tức. Có hai con vật bị giết chết do bị thương trong lúc đánh nhau. Tất cả các động vật khác đã bị tiêu diệt tại điểm cuối theo kế hoạch. Cái chết êm dịu được thực hiện bằng cách hít khí CO2.
4.4. Khám mắt
A Leica Ultimate Red Reflex Surgical Microscope was used for ophthalmic examination and photography of experimental mice. Sedation was performed with a Ketamine Hydrochloride/Xylazine Hydrochloride mixture (50–100 mg/mL Ketamine, 5–10 mg/mL Xylazine) administered by intraperitoneal injection. After sedation, topical mydriatics (Tropicamide, Phenylephrine) were applied to the eye(s) to be imaged in 5 min intervals until adequate mydriasis was achieved, as determined via pupil diameter (>2,5 mm) và phản ứng với kích thích ánh sáng. Để bù đắp cho việc mất chớp mắt, dung dịch hypromellose (Gonak) được bôi tại chỗ khi cần thiết cho cả hai mắt để ngăn ngừa hiện tượng khô giác mạc. Đối với quy trình chụp ảnh, động vật được gây mê được đặt trên một tấm đệm sưởi và đặt ở tư thế nằm nghiêng. Khi kết thúc quy trình, tác dụng gây mê đã đạt được một phần bằng cách tiêm Atipamezole (0,1–1 mg/kg) bằng cách tiêm trong màng bụng.
4.5. Mô bệnh học
Phản ứng miễn dịch ở động vật được ghép hai mảnh ghép liên tiếp (mỗi mảnh ghép ở mỗi mắt) được đánh giá thông qua mô bệnh học của cả hai mắt vào ngày thứ 4, ngày thứ 7, ngày thứ 14 và ngày thứ 28 ± 1 sau khi tiêm con mắt thứ hai. Những con chuột được điều trị theo Bảng 1 đã bị tiêu diệt dựa trên lịch trình đã nêu trong Bảng 2. Động vật được tiêu hủy bằng cách hít khí carbon dioxide. Truyền dịch qua tim được thực hiện trên động vật thí nghiệm với 2% paraformaldehyde (PFA) trong dung dịch muối đệm phốt phát (PBS). Sau đó, tất cả các nhãn cầu được thu thập và ngâm trong 2% PFA/PBS trong 48 giờ ở 4 ◦C. Nhãn cầu cố định được xử lý thông qua gradient sucrose (10% sucrose trong PBS trong 1 giờ ở nhiệt độ phòng, 20% sucrose trong PBS trong 1 giờ ở nhiệt độ phòng và 30% sucrose trong PBS ở 4 ◦C qua đêm) trước khi được nhúng vào Phương tiện OCT để phân tích lạnh. Các phần lạnh (10 µm) của mắt được nhuộm bằng Harrison hematoxylin và eosin (H&E) để hình dung giải phẫu vi mô võng mạc và xác định vị trí các tế bào của người hiến được tiêm.
Đối với các nhóm được điều trị bằng gmRPC, phương pháp làm lạnh được đánh giá bằng phương pháp miễn dịch huỳnh quang đối với các tế bào GFP+ (người hiến tặng). Việc xác định các loại tế bào miễn dịch cụ thể có trong mắt được thực hiện thông qua việc dán nhãn bằng các kháng thể chính cụ thể cho các loại sau: CD3 (dấu hiệu tế bào lympho T) [35], CD45R (dấu hiệu tế bào lympho B) [36], Iba-1 (điểm đánh dấu đại thực bào và microglia được kích hoạt) [37], Ly-6G (điểm đánh dấu bạch cầu trung tính) [38] và CD49b (điểm đánh dấu tế bào giết người tự nhiên) [39]. Các phần lạnh được rửa trong PBS ba lần ở nhiệt độ phòng và được chặn bằng 003% Triton X-100 và 10% huyết thanh dê bình thường trong PBS (NGS; Jackson ImmunoResearch, West Grove, PA, USA) trong 1 giờ ở nhiệt độ phòng. CD3 chống chuột (pha loãng 1:100, BD Biosciences, San Jose, CA, USA), CD45R chống chuột (1:100, BD Bioscatics, San Jose, CA, USA), thuốc chống chuột Iba cho thỏ{{ 26}} (độ pha loãng 1:400, Wako Chemicals, Richmond, VA, USA), thuốc chống chuột Ly-6G (độ pha loãng 1:100, BD Biosciences, San Jose, CA, USA) và thuốc chống chuột -mouse CD49b (pha loãng 1:100, BD Bioscatics, San Jose, CA, USA) được áp dụng cho các mẫu và ủ qua đêm ở 4 độ. Các mẫu được rửa lại trong PBS 3 lần ở nhiệt độ phòng. Các kháng thể thứ cấp liên hợp Alexa-Fluor (Alexa-Flour-568 chống chuột và Alexa-Flour chống thỏ-568 của dê, Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) đã được áp dụng cho các mẫu trong 1 giờ ở nhiệt độ phong. Tất cả các mẫu sau đó được rửa trong PBS ba lần nữa ở nhiệt độ phòng. Các nắp đậy được gắn bằng DAPI Fluoromount-G (Công nghệ sinh học miền Nam, Birmingham, AL, Hoa Kỳ) và các phiến kính được để khô qua đêm ở nhiệt độ phòng.
4.6. Xét nghiệm ELISPOT và MLR
Các tế bào T bộ nhớ đặc hiệu RPC được theo dõi vào lúc 2 và 4 tuần sau lần đặt mảnh ghép đầu tiên thông qua xét nghiệm điểm hấp thụ miễn dịch liên kết với enzyme (ELISPOT). Các nhóm thử nghiệm được thiết lập như trong Bảng 1 và 2 cho từng thời điểm. Xét nghiệm ELISPOT thu giữ các protein được tiết ra trên một tấm vi thể phủ kháng thể cụ thể và có thể được sử dụng để xác định hoạt hóa tế bào T bộ nhớ bằng cách phát hiện sự tiết IFN của tế bào T. Kết quả thử nghiệm là số lượng điểm IFN trên đĩa vi thể. Số lượng điểm IFN hiện diện biểu thị số lượng tế bào T được kích hoạt. Tần số của các tế bào T hoạt động đồng loại được đánh giá bằng cách thực hiện phản ứng bạch cầu hỗn hợp (MLR) trong 48 giờ trên các tấm Multiscreen-IP giếng 96-(Millipore, Burlington, MA, USA). Các tế bào phản ứng là tế bào lympho/tế bào lách chứa tế bào T được tinh chế từ các hạch bạch huyết cổ tử cung (CLN) và lá lách của động vật thí nghiệm, và các tế bào kích thích là gmRPC ban đầu có nguồn gốc từ chuột C57BL/6. Các xét nghiệm ELISPOT được thực hiện dựa trên giao thức chuẩn. Các tấm Multiscreen-IP giếng 96-được làm ướt trước bằng 15 µL ethanol 35% mỗi giếng trong điều kiện vô trùng. Các đĩa được rửa bằng PBS vô trùng ba lần trước khi 100 µL kháng thể bắt IFN (bản sao AN{18}}, eBioscience, San Diego, CA, USA) được pha loãng trong PBS (2 µg/mL) được bôi lên các đĩa. Các đĩa được ủ qua đêm ở nhiệt độ 4 độ trước khi tiến hành xét nghiệm MLR trên các đĩa. Các tấm phủ kháng thể bắt giữ được rửa ba lần bằng PBS và sau đó được chặn bằng RPMI1640 trong 2 giờ ở 37 ◦C.
Mỗi đĩa xét nghiệm bao gồm các đối chứng sau: giếng không chứa tế bào, giếng chứa tế bào không có kích thích và giếng chứa tế bào được xử lý bằng phorbol {{0}}myristate 13-acetate (PMA) và Ca ionophore làm đối chứng dương. Phương pháp điều trị PMA đóng vai trò kiểm soát tích cực bằng cách bắt chước chất truyền tin thứ hai, DAG, để kích hoạt con đường thụ thể tế bào T và từ đó kích hoạt tế bào T, với Ca ionophore tạo điều kiện cho các ion canxi xâm nhập vào tế bào. Các đĩa được ủ trong 36 giờ ở 37 ◦C trước khi phản ứng màu. Các đĩa được rửa bằng PBS chứa {{10}}.01% Tween 20 sáu lần và sau đó 100 µL kháng thể phát hiện (bản sao R64A2, eBioscience, San Diego, CA, USA), được pha loãng trong PBS (0,5 µg/mL) được bôi vào từng giếng. Các đĩa được ủ ở 37 ◦C trong 2 giờ nữa. Các đĩa được rửa lại với 0,01% Tween 20 trong PBS. Đổ 100 µL Streptavidin-AP (độ pha loãng 1:1000, Invitrogen) vào mỗi giếng và ủ các đĩa trong 45 phút ở nhiệt độ phòng. Tất cả các đĩa được rửa lại ba lần với 0,01% Tween 20 trong PBS và riêng PBS thêm ba lần nữa. Cuối cùng, 100 µL BCIP/NBT (Sigma Aldrich, Munich, Đức) được thêm vào từng giếng để tạo màu. Tất cả các đĩa được rửa sạch bằng nước máy và sấy khô trước khi phân tích dữ liệu.
cistanche tubulosa-cải thiện hệ thống miễn dịch
5. Kết Luận
Nghiên cứu này cho thấy rằng việc ghép hai mắt tuần tự các RPC dị sinh vào khoang thủy tinh thể không gây ra hiện tượng đào thải miễn dịch cổ điển ở chuột. Mặc dù người ta nhận thấy rằng không thể thực hiện các nghiên cứu mô học dị sinh này với sản phẩm lâm sàng RPC ở người, nhưng dữ liệu có vẻ nhất quán với kết quả của một nghiên cứu về an toàn lâm sàng (jCyte, JC-01E, dữ liệu chưa được công bố) trong đó bệnh nhân bị viêm võng mạc sắc tố được tiêm hai bên không đồng thời mà không cần điều trị ức chế miễn dịch. Mặc dù rất khó để so sánh trực tiếp hai nghiên cứu, nhưng điều đáng chú ý là kết quả chung của cả hai đều cho thấy sự tương đồng về khả năng sống sót của mảnh ghép cùng loại.
Người giới thiệu
1. Hori, J.; Ng, TF; Shatos, M.; Klassen, H.; Streilein, JW; Các tế bào tiền thân thần kinh MJ trẻ, thiếu khả năng miễn dịch và chống lại sự phá hủy như các mảnh ghép. Tế bào gốc 2003, 21, 405–416. [CrossRef] [PubMed]
2. Klassen, H.; Schwartz, PH; Ziaeian, B.; Nethercott, H.; Trẻ, MJ; Bragadottir, R.; Tullis, GE; Warfvinge, K.; Narfstrom, K. Tiền thân thần kinh được phân lập từ não mèo đang phát triển cho thấy sự tích hợp võng mạc sau khi cấy ghép vào võng mạc của mèo mắc chứng loạn dưỡng. Bác sĩ thú y. Thuốc nhỏ mắt. 2007, 10, 245–253. [CrossRef] [PubMed]
3. Salado-Manzano, C.; Perpina, U.; Straccia, M.; Molina-Ruiz, FJ; Cozzi, E.; Rosser, AE; Canals, JM Phản ứng miễn dịch có phải là điểm nghẽn đối với liệu pháp tế bào trong các bệnh thoái hóa thần kinh không? Đằng trước. Khoa học thần kinh tế bào. 2020, 14, 250. [Tham khảo chéo]
4. Petrus-Reurer, S.; Romano, M.; Howlett, S.; Jones, JL; Lombardi, G.; Saeb-Parsy, K. Những cân nhắc và thách thức về miễn dịch học đối với các liệu pháp tế bào tái tạo. Cộng đồng. Biol. 2021, 4, 798. [Tham khảo chéo]
5. Hội trưởng, K.; Rodriguez-Bocanegra, E.; Dauletbekov, D.; Fischer, MD Phản ứng miễn dịch với liệu pháp gen võng mạc bằng cách sử dụng ade không có vec tơ virus liên quan - Ý nghĩa đối với sự thành công và an toàn trong điều trị. Ăn xin. Retin. Mắt Res. 2021, 83, 100915. [Tham khảo chéo]
6. Singh, MS; Công viên, SS; Bạch tạng, TA; Canto-Soler, MV; Klassen, H.; MacLaren, RE; Takahashi, M.; Nagiel, A.; Schwartz, SD; Bharti, K. Ghép tế bào gốc võng mạc: Cân bằng giữa an toàn và tiềm năng. Ăn xin. Retin. Mắt Res. 2020, 75, 100779. [Tham khảo chéo]
7. Kamao, H.; Mandai, M.; Okamoto, S.; Sakai, N.; SUGA, A.; Sugita, S.; Kiryu, J.; Takahashi, M. Đặc điểm của các tấm tế bào biểu mô sắc tố võng mạc có nguồn gốc từ tế bào gốc đa năng do con người tạo ra nhằm mục đích ứng dụng lâm sàng. Dân biểu Tế bào gốc 2014, 2, 205–218. [Tham khảo chéo]
8. Sugita, S.; Kamao, H.; Iwasaki, Y.; Okamoto, S.; Hashiguchi, T.; Iseki, K.; Hayashi, N.; Mandai, M.; Takahashi, M. Ức chế sự kích hoạt tế bào T bởi các tế bào biểu mô sắc tố võng mạc có nguồn gốc từ tế bào gốc đa năng cảm ứng. Điều tra. Thuốc nhỏ mắt. Vis. Khoa học. 2015, 56, 1051–1062. [Tham khảo chéo]
9. McGill, TJ; Stoddard, J.; Renner, LM; Messaoudi, tôi.; Bharti, K.; Mitalipov, S.; Lauer, A.; Wilson, DJ; Neuringer, M. Thất bại trong việc ghép tế bào RPE có nguồn gốc từ iPSC dị sinh sau khi cấy ghép vào không gian dưới võng mạc ở các loài linh trưởng không phải con người. Điều tra. Thuốc nhỏ mắt. Vis. Khoa học. 2018, 59, 1374–1383. [Tham khảo chéo]
10. Sugita, S.; Mandai, M.; Kamao, H.; Takahashi, M. Các khía cạnh miễn dịch của việc ghép tế bào RPE. Ăn xin. Retin. Mắt Res. 2021, 84, 100950. [Tham khảo chéo]
11. Nair, DSR; Thomas, Chiến lược điều trị dựa trên tế bào gốc BB cho các bệnh thoái hóa võng mạc. Curr. Tế bào gốc Res. Đó. 2022, 17, 214–225. [CrossRef] [PubMed]
12. Martinez Velazquez, LA; Ballios, BG Thế hệ tiếp theo của liệu pháp phân tử và tế bào cho bệnh võng mạc di truyền. Int. J. Mol. Khoa học. 2021, 22, 11542. [Tham khảo chéo]
13. Lưu, Y.; Chen, SJ; Lý, SY; Qu, LH; Mạnh, XH; Vương, Y.; Xu, HW; Lương, ZQ; Yin, ZQ Sự an toàn lâu dài của việc cấy ghép tế bào tiền thân võng mạc ở người ở bệnh nhân viêm võng mạc sắc tố. Tế bào gốc Res. Đó. 2017, 8, 209. [CrossRef] [PubMed]
14. Vương, Y.; Tăng, Z.; Gu, P. Ghép tế bào gốc/tế bào gốc để điều trị thoái hóa võng mạc: Đánh giá các thử nghiệm lâm sàng. Tế bào chết Dis. 2020, 11, 793. [CrossRef] [PubMed]
15. Tiếng Đức, CV; Vallese-Maurizi, H.; Soto, TB; Rotstein, NP; Politi, LE Retina tế bào gốc, hy vọng và trở ngại. Thế giới J. Tế bào gốc 2021, 13, 1446–1479. [Tham khảo chéo]
16. Karamali, F.; Behtaj, S.; Babaei-Abraki, S.; Hadady, H.; Atefi, A.; Savoj, S.; Soroushzadeh, S.; Najafian, S.; Nasr Esfahani, MH; Klassen, H. Các chiến lược điều trị tiềm năng cho bệnh thoái hóa tế bào cảm quang: Con đường phục hồi thị lực. J. Dịch. Med. 2022, 20, 572. [Tham khảo chéo]
17. Semo, M.; Haamedi, N.; Stevanato, L.; Carter, D.; Brooke, G.; Trẻ, M.; Coffey, P.; Sinden, J.; Patel, S.; Vugler, A. Hiệu quả và an toàn của tế bào tiền thân võng mạc ở người. Dịch. Vis. Khoa học. Technol. 2016, 5, 6. [Tham khảo chéo]
18. Mochizuki, M.; Sugita, S.; Kamoi, K. Cân bằng nội môi miễn dịch của mắt. Ăn xin. Retin. Mắt Res. 2013, 33, 10–27. [Tham khảo chéo]
19. Yamasaki, S.; Sugita, S.; Horiuchi, M.; Masuda, T.; Fujii, S.; Makabe, K.; Kawasaki, A.; Hayashi, T.; Kuwahara, A.; Kishino, A.; et al. Đặc tính gây miễn dịch thấp và ức chế miễn dịch của võng mạc có nguồn gốc ESC- và iPSC ở người. Dân biểu Tế bào gốc 2021, 16, 851–867. [Tham khảo chéo]
20. Klassen, H.; Schwartz, MR; Bailey, AH; Các dấu hiệu bề mặt trẻ, MJ được biểu thị bằng các tế bào tiền thân thần kinh đa năng của người và chuột bao gồm tetraspanin và các epitope không phải protein. Khoa học thần kinh. Lett. 2001, 312, 180–182. [Tham khảo chéo]
21. Klassen, H.; Ziaeian, B.; Kirov, II; Trẻ, MJ; Schwartz, PH Phân lập các tế bào tiền thân võng mạc từ mô người sau khi chết và so sánh với các tế bào tiền thân não tự thân. J. Khoa học thần kinh. Res. 2004, 77, 334–343. [Tham khảo chéo]
22. Ingulli, E. Cơ chế đào thải tế bào trong cấy ghép. Nhi khoa. Nephrol. 2010, 25, 61–74. [Tham khảo chéo]
23. Issa, F.; Schiopu, A.; Wood, KJ Vai trò của tế bào T trong khả năng chống thải ghép và cấy ghép. Chuyên gia Rev.Clin. Miễn dịch. 2010, 6, 155–169. [CrossRef] [PubMed]
24. Nasr, M.; Sigdel, T.; Sarwal, M. Những tiến bộ trong chẩn đoán thải ghép. Chuyên gia Rev. Mol. Chẩn đoán. 2016, 16, 1121–1132. [CrossRef] [PubMed]
25. Klassen, H.; Imfeld, KL; Ray, J.; Trẻ, MJ; Gage, FH; Berman, MA Các đặc tính miễn dịch của tế bào tiền thân vùng đồi thị trưởng thành. Vis. Res. 2003, 43, 947–956. [CrossRef] [PubMed]
26. Weinger, JG; Weist, BM; Plasted, WC; Klaus, SM; Walsh, CM; Lane, TE MHC không khớp dẫn đến đào thải tế bào tiền thân thần kinh sau ghép tủy sống trong mô hình khử myelin do virus gây ra. Tế bào gốc 2012, 30, 2584–2595. [CrossRef] [PubMed]
27. ReNeuron, L. Giai đoạn đầu tiên ở người I/IIa, Nhãn mở, Nghiên cứu tiền cứu về tính an toàn và khả năng dung nạp của các tế bào tiền thân võng mạc ở người được cấy ghép dưới võng mạc (hRPC) ở bệnh nhân viêm võng mạc Pigmentosa (RP). Thử nghiệm lâm sàng # NCT02464436. Có sẵn trực tuyến: https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT02464436 (truy cập vào ngày 27 tháng 2 năm 2023).
28. Lữ, B.; Lin, Y.; Thái, Y.; Girman, S.; Adamus, G.; Jones, MK; Shelley, B.; Svendsen, CN; Wang, S. Việc cấy ghép tổ tiên thần kinh của con người sau đó vào võng mạc bị thoái hóa không ảnh hưởng đến khả năng sống sót của mảnh ghép ban đầu hoặc hiệu quả điều trị. Dịch. Vis. Khoa học. Technol. 2015, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]
29. Jones, MK; Lữ, B.; Girman, S.; Wang, S. Chiến lược điều trị dựa trên tế bào để thay thế và bảo tồn các bệnh thoái hóa võng mạc. Ăn xin. Retin. Mắt Res. 2017, 58, 1–27. [CrossRef] [PubMed]
30. Chuông, BA; Kaul, C.; Bonilha, VL; Rayborn, TÔI; Shadrach, K.; Hollyfield, JG Chuột BALB/c: Ảnh hưởng của ánh sáng vivarium tiêu chuẩn đến bệnh lý võng mạc trong quá trình lão hóa. Exp. Mắt Res. 2015, 135, 192–205. [Tham khảo chéo]
31. Klassen, HJ; Ng, TF; Kurimoto, Y.; Kirov, tôi.; Shatos, M.; Coffey, P.; Các tế bào tiền thân võng mạc đa tiềm năng MJ trẻ thể hiện các dấu hiệu phát triển, biệt hóa thành các tế bào thần kinh võng mạc và duy trì hành vi qua trung gian ánh sáng. Điều tra. Thuốc nhỏ mắt. Vis. Khoa học. 2004, 45, 4167–4173. [Tham khảo chéo]
32. jCyte, Inc. Sự an toàn của một lần tiêm tế bào tiền thân võng mạc của con người (jCell) trong dịch kính trong bệnh viêm võng mạc sắc tố. Thử nghiệm lâm sàng # NCT02320812. Có sẵn trực tuyến: https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT02320812 (truy cập vào ngày 24 tháng 2 năm 2023).
33. jCyte, Inc. Tính an toàn và hiệu quả của việc tiêm tế bào tiền thân võng mạc ở người trưởng thành bị viêm võng mạc sắc tố. Thử nghiệm lâm sàng # NCT03073733. Có sẵn trực tuyến: https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT03073733 (truy cập vào ngày 24 tháng 2 năm 2023).
34. jCyte, Inc. Sự an toàn của việc tiêm lặp lại các tế bào tiền thân võng mạc của con người (tế bào) ở đối tượng người lớn bị viêm võng mạc sắc tố. Thử nghiệm lâm sàng # NCT04604899. Có sẵn trực tuyến: https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT04604899 (truy cập vào ngày 24 tháng 2 năm 2023).
35. Oudejans, JJ; van der Valk, P. Phân loại hóa mô miễn dịch của tế bào T và tế bào NK. J. Lâm sàng. Pathol. 2002, 55, 892. [CrossRef] [PubMed]
36. Tostanoski, LH; Chiu, YC; Gammon, JM; Simon, T.; Andorko, JI; Bromberg, JS; Jewell, CM Lập trình lại môi trường vi mô hạch bạch huyết cục bộ thúc đẩy khả năng dung nạp mang tính hệ thống và đặc hiệu cho kháng nguyên. Dân biểu Tế bào 2016, 16, 2940–2952. [CrossRef] [PubMed]
37. Jurga, AM; Paleczna, M.; Kuter, KZ Tổng quan về các dấu hiệu chung và phân biệt đối xử của các kiểu hình vi mô khác biệt. Đằng trước. Khoa học thần kinh tế bào. 2020, 14, 198. [CrossRef] [PubMed]
38. Lý, JC; Zou, XM; Dương, SF; Jin, JQ; Chu, L.; Lý, CJ; Dương, H.; Trương, AG; Triệu, TQ; Chen, CY Bẫy ngoại bào bạch cầu trung tính tham gia vào sự phát triển huyết khối liên quan đến ung thư ở bệnh nhân ung thư dạ dày. Thế giới J. Gastroenterol. 2022, 28, 3132–3149. [Tham khảo chéo]
39. Kee, BL Phát triển tế bào diệt tự nhiên và ILC1. Thông điệp. Sinh học miễn dịch. 2016, 1, 140–148.
